cabecera
PV ALBEITAR 36/2014    
497/1114

Epidemiología y diagnóstico de la agalaxia contagiosa

Última actualización 18/11/2013@11:57:54 GMT+1

El conocimiento de los principales aspectos de la epidemiología y diagnóstico de la agalaxia contagiosa, así como de los últimos avances científicos llevados a cabo en este ámbito, son herramientas fundamentales para el control y la prevención de la enfermedad.

Ángel Gómez-Martín, Joaquín Amores, Ana Paterna, Antonio Sánchez, Christian de la Fe, Juan Carlos Corrales y Antonio Contreras
Grupo de Investigación Sanidad de Rumiantes
Facultad de Veterinaria de la Universidad de Murcia
Imágenes cedidas por los autores

El ganado caprino se ve afectado por cuatro especies de micoplasmas: Mycoplasma agalactiae (Ma) y Mycoplasma mycoides subespecie capri (Mmc) son las especies más prevalentes en España, aunque también se describen infecciones esporádicas por Mycoplasma capricolum subespecie capricolum (Mcc) y Mycoplasma putrefaciens (Mp) (Corrales et al., 2007). En el ganado ovino, el agente causal de la enfermedad es Ma, aunque Mmc también puede estar implicado ocasionalmente (Chazel et al., 2010). En el ganado caprino, varias especies de micoplasmas pueden estar presentes en un mismo rebaño o individuo, ocasionando infecciones mixtas que junto a la presencia de otros micoplasmas considerados apatógenos complica las medidas de diagnóstico y control de la enfermedad.

""
Mycoplasma mycoides subespecie capri (izquierda). Aislamiento de Mycoplasma agalactiae a partir de semen caprino (derecha).

Epidemiología

La agalaxia contagiosa es una enfermedad endémica de la cuenca mediterránea que se debe comunicar anualmente de forma obligatoria a la Organización Mundial de Sanidad Animal (OIE). En España se trata de una enfermedad de declaración obligatoria.

Los individuos jóvenes y las hembras en lactación son los colectivos más vulnerables a la infección por micoplasmas y la producción intensiva supone un importante factor de riesgo añadido para la aparición de brotes clínicos. Dentro de un rebaño, las vías de transmisión más habituales son a través del contacto directo, la lactancia y el ordeño, constituyendo la leche y las secreciones respiratorias las principales vías de excreción de micoplasmas (Bergonier et al., 1997). El calostro también puede ser una fuente de excreción de elevadas concentraciones de micoplasmas. Estudios de nuestro grupo de investigación han puesto de manifiesto que tanto a 56 ºC como a 60 ºC se observa una disminución significativa de la concentración de Ma a partir de 30 minutos, manteniéndose posteriormente estable desde el minuto 90 al 120. En el caso de Mmc, no se observaron colonias viables a partir de 60 minutos a 60 ºC. Estos resultados ponen de manifiesto que la pasteurización reduce drásticamente la concentración de Ma en el calostro caprino y consigue la inactivación de Mmc al aplicarlo durante 60 minutos a 60 ºC (Paterna et al., 2011). Por otro lado, se está evaluando también la capacidad que el dodecilsulfato sódico (SDS) tiene para eliminar micoplasmas en calostro caprino, ya que este detergente aniónico consigue reducir la carga bacteriana del calostro en esta especie (Morales-de la Nuez et al., 2011).

Aunque en menor medida, otras vías de excreción son las secreciones oculares, fecales y genitourinarias. También se ha demostrado recientemente la excreción a través del semen de Ma y Mmc en ganado caprino (De la Fe et al., 2009; Gómez-Martín et al., 2012a) así como su capacidad de interferir en la calidad espermática (Gómez-Martín et al., 2011). Todo ello, unido a la habilidad que tienen los micoplasmas para sobrevivir en el aparato reproductivo de los pequeños rumiantes, hace necesario considerar significativamente el riesgo de transmisión venérea.

Entre rebaños, la principal fuente de transmisión es la introducción de animales infectados. En relación con este aspecto, la existencia de portadores auriculares asintomáticos desempeña un papel importante dentro de la epidemiología de la enfermedad y su presencia se ha observado en numerosos colectivos caprinos, en individuos de ambos sexos. Los portadores son capaces de vehicular todas las especies de micoplasmas implicadas en la agalaxia contagiosa y se ha constatado su implicación en diversos brotes de la enfermedad (Gil et al., 1999). En este sentido, la introducción de machos en los rebaños sin un chequeo previo también supone un factor de riesgo a tener en cuenta. Recientemente se ha descrito la presencia de sementales portadores auriculares asintomáticos serológicamente negativos en diversos colectivos (Amores et al., 2011a). En estos individuos se ha descrito recientemente la infección sistémica y la presencia de lesiones crónicas en diversas localizaciones anatómicas, datos que parecen confirmar lo observado a nivel epidemiológico y que confirman el riesgo que suponen para la propagación de la infección (Gómez-Martín et al., 2012b). En este sentido, cabe destacar que en colectivos de mucho interés, como los destinados a la selección y mejora genética de las razas selectas, diversas entidades como la Asociación Española de Criadores de la raza Murciano-Granadina (ACRIMUR) y la Asociación Española de Criadores de la Cabra Malagueña (CABRAMA) llevan a cabo programas específicos de prevención para impedir la entrada de estos individuos infectados en sus centros de sementales.

""
Disminución de la viabilidad espermática en semen caprino inoculado con Mycoplasma agalactiae o Mycoplasma mycoides subespecie capri (tinción de eosina-negrosina).

Diagnóstico

El diagnóstico de la enfermedad puede realizarse mediante el uso de técnicas directas, que evidencian la presencia del patógeno, o indirectas, basadas en la detección de la respuesta del hospedador ante su presencia. El diagnóstico directo microbiológico convencional basado en el aislamiento e identificación del agente requiere medios de cultivo enriquecidos, manipulación específica y prolongados periodos de incubación. No obstante, su sensibilidad puede ser mayor que la PCR cuando la muestra es fresca y se procesa en 24 horas (Amores et al., 2012a). Por el contrario, su sensibilidad disminuye al utilizar muestras congeladas o con ciertos conservantes empleados en muestras de leche como el bronopol, empleados en los programas de pago por calidad o de mejora genética. En cuanto al diagnóstico molecular, la PCR ofrece un diagnóstico directo en poco tiempo. Además, presenta altos parámetros de validez que no se ven afectados por el empleo de muestras de leche congeladas o el uso de conservantes (Amores et al., 2010 y 2011b). En lo referente al uso de técnicas indirectas, las técnicas serológicas deben utilizarse preferiblemente como técnica diagnóstica a nivel de colectivo, debido a las carencias que presenta para la detección de todos los individuos infectados.

Hay que tener en cuenta que el ELISA, la técnica más común comercialmente, no discrimina entre anticuerpos vacunales y de infección, y posee parámetros de validez inferiores a otras técnicas (Poumarat, 2011). Además, todas las técnicas serológicas presentan el inconveniente de reacciones cruzadas existentes entre muchos micoplasmas, dando lugar a reacciones falso-positivas originadas, en ocasiones, por micoplasmas apatógenos.

El diagnóstico de la especie de micoplasma involucrada en las infecciones es importante para ayudar a esclarecer el curso de la infección y el establecimiento de un tratamiento o medidas específicas. Así, se ha observado que los antibióticos con mejores efectos frente a Mmc son las fluoroquinolonas, tetraciclinas y macrólidos (tilosina y eritromicina) (Antunes et al., 2007). Estudios similares con Ma (Antunes et al., 2008) han destacado la eficacia de las fluoroquinolonas, tetraciclinas y macrólidos, aunque dos cepas de Ma fueron resistentes a las tetraciclinas y todas lo fueron a la eritromicina, estreptomicina y ácido nalidíxico. En nuestro entorno, los estudios in vitro corroboran que la eritromicina presenta una elevada concentración mínima inhibitoria en cepas de Ma aisladas tanto de mastitis como de tanque, semen u oído de rebaños con o sin clínica de la enfermedad (Amores et al., 2012b). Por lo tanto, previamente a la utilización de la eritromicina en el control de la agalaxia contagiosa caprina, la especie de micoplasma implicada debe confirmarse. Finalmente, no podemos obviar en el diagnóstico de la agalaxia contagiosa que algunas especies de micoplasmas apatógenas u oportunistas también pueden aislarse de forma habitual en los pequeños rumiantes (Chazel et al., 2010).

Para la detección de portadores asintomáticos, el análisis de hisopos tomados a partir del conducto auditivo externo se revela como el método de elección, debido al elevado número de infecciones auriculares detectadas. En referencia a la determinación del estatus de los rebaños respecto a la agalaxia contagiosa, los trabajos realizados en colaboración con el Núcleo de Control Lechero de la Región de Murcia (NUCOLEMUR) y la Asociación Española de Criadores de la Cabra Malagueña (CABRAMA) han sentado las bases para una detección eficaz de las explotaciones crónicamente infectadas. En primer lugar, se ha podido comprobar que es necesario el muestreo periódico de varias muestras de leche de tanque. Así, fueron necesarios cinco muestreos de tanque a lo largo de una lactación para detectar el 72% de los rebaños positivos.

Además, dicho programa ha de contar con el análisis de un número representativo de mastitis clínicas, lo que aumenta considerablemente la capacidad diagnóstica del programa, registrándose rebaños con casos clínicos de mastitis por micoplasmas en los que la presencia de estos microorganismos no se detecta en la leche del tanque (Amores et al., 2012c). El escaso número de animales excretores en un momento puntual, la excreción intermitente característica de la agalaxia contagiosa y el efecto de dilución que ejerce la leche del tanque, pueden explicar estos resultados. El análisis de las muestras de mastitis clínicas permiten, además, el establecimiento de un programa rutinario de control de microorganismos Gram (-) y de Staphylococcus spp., cuya capacidad diagnóstica mediante cultivo convencional no se ve influenciada cuando la muestra se congela.

Bibliografía

Antunes NT, Tavío MM, Assunção P, Rosales RS, Aquili V, De la Fe C, Poveda JB (2007). In vitro susceptibilities of field isolates of Mycoplasma mycoides subsp. mycoides large colony type to 15 antimicrobials. Vet Microbiol. 119:72-5.

Antunes NT, Tavío MM, Assunção P, Rosales RS, Poveda C, De la Fe C, Gil MC, Poveda JB (2008). In vitro susceptibilities of field isolates of Mycoplasma agalactiae. Vet J. 177:436-8.

Amores J, Sánchez A, Gómez-Martín A, Corrales JC, Contreras A, De la Fe C (2010). Viability of Mycoplasma agalactiae and Mycoplasma mycoides subsp. capri in goat milk samples stored under different conditions. Vet Microbiol. 145: 347-350.

Amores J, Gómez-Martín A, Corrales JC, Sánchez A, Contreras A, De la Fe C (2011a). Presence of contagious agalactia causing mycoplasmas in Spanish goat artificial insemination centres. Theriogenology. 75: 1265-70.

Amores J, De la Fe C, Gómez-Martín A, Corrales JC, Contreras A, Sánchez A (2011b). Preserved goat milk as a valid sample for the PCR detection of Mycoplasma agalactiae. Small Rum Research. 99: 61-64
Amores J, Gómez-Martín A, Paterna A, Corrales JC, De la Fe C, Contreras A, Sánchez A (2012a). Evaluation of PCR and culture for Mycoplasma agalactiae detection in fresh mastitic goat samples. 19th Congress of the International Organization for Mycoplasmology. Toulouse, 15-20 de Julio 2012.

Amores J, Gómez-Martín A, Paterna A, Corrales JC, Contreras A, De la Fe C, Sánchez (2012b). In vitro susceptibility of Mycoplasma agalactiae reveals differences related to epidemiological characteristics. Trabajo aceptado en XI International Conference on Goats. Las Palmas de Gran Canaria, 23-25 de Septiembre de 2012.

Amores J, Sánchez A, Gómez-Martín A, Corrales JC, Contreras, A, De la Fe C (2012c). Surveillance of Mycoplasma agalactiae and Mycoplasma mycoides subsp. capri in dairy goat herds. Small Rumin Res. 102: 89-93.

Bergonier D, Berthelot X, Poumarat F (1997). Contagious agalactia of small ruminants: current knowledge concerning epidemiology, diagnosis and control. Rev sci tech Off Int Epiz. 16: 848-873.

Chazel M, Tardy F, Le Grand D, Calavas D, Poumarat F (2010). Mycoplasmoses of ruminants in France: recent data from the national surveillance network. BMC Vet Res. 7: 6-32.

Corrales JC, Esnal A, De la Fe C, Sánchez A, Assunçao P, Poveda JB, Contreras, A (2007). Contagious agalactia in small ruminants. Small Rum Res. 68:154-66.

De la Fe C, Amores J, Gómez-Martín A, Sánchez A, Contreras A, Corrales JC (2009). Mycoplasma agalactiae detected in semen of goat bucks. Theriogenology. 72: 1278-81.

Gómez-Martín A, Uc N, Gadea J, De ondiz A, Vieira LA, Amores J, Rabal F, De la Fe C (2011). Influencia de Mycoplasma agalactiae y Mycoplasma mycoides subsp. capri en la viabilidad y motilidad espermática en dosis seminales de macho cabrío. XIV Jornadas sobre Producción Animal, Zaragoza. Publicación: AIDA. Asociación Interprofesional para el Desarrollo Agrario. XIV Jornadas sobre Producción Animal, Tomo I, 431-3.

Gómez-Martín A, Corrales JC, Amores J, Sánchez A, Contreras A, Paterna A, De la Fe C (2012a). Controlling contagious agalactia in artificial insemination centers for goats and detection of Mycoplasma mycoides subspecies capri in semen. Theriogenology. 77:1252-6.

Gómez-Martín A, De la Fe C, Amores J, Sánchez A, Contreras A, Paterna A, Buendía AJ, Corrales JC (2012b). Anatomic location of Mycoplasma mycoides subsp. capri and Mycoplasma agalactiae in naturally infected goat male auricular carriers. Vet Microbiol. 157: 355-62.

Gil MC, Hermoso de Mendoza M, Rey J, Alonso JM, Poveda JB, Hermoso de Mendoza J (1999). Isolation of mycoplasmas from the external ear canal of goats affected with contagious agalactia. Vet. J. 158:152–4.

Morales-de la Nuez A, Moreno-Indias I, Sánchez-Macías D, Capote J, Juste MC, Castro N, Hernández-Castellano LE, Argüello A (2011). Sodium dodecyl sulfate reduces bacterial contamination in goat colostrum without negative effects on immune passive transfer or the health of goat kids. J. Dairy Sci. 94: 410-5.

Paterna A, Amores J, Gómez-Martín A, Corrales JC, Contreras A, De la Fe C, Sánchez A (2011). Efecto de la pasteurización del calostro caprino sobre la viabilidad de Mycoplasma agalactiae. XXXVI Congreso de la Sociedad Española de Ovinotecnia y Caprinotecnia, San Sebastián.

Poumarat, F. (2011). Performances comparées De deux kits ELISA comerciaux pour le dépistage sérologique de l´Agalactie Contagieuse des petits ruminants due à Mycoplasma agalactiae. Coordination nationale agalactie contagieuse et mycoplasmoses des petit ruminants (ENVT-INRA) 19 de abril de 2011. Toulouse Francia.

Agradecimientos
Los trabajos actuales del grupo de investigación han sido financiados por el Ministerio de Ciencia y Tecnología, Proyecto AGL2009-09128, y la Fundación Seneca, Agencia Regional de Ciencia y Tecnología de la Región de Murcia (Proyecto número 11785/PI/09). El primer autor disfruta de una beca predoctoral FPI de la Universidad   de Murcia. Quisiéramos agradecer la ayuda prestada durante tantos años por parte de los ganaderos y técnicos de ACRIMUR, NUCOLEMUR y CABRAMA.

PCR específica para la detección de Mycoplasma agalactiae.
¿Te ha parecido interesante esta noticia?   Si (9)   No(1)
497/1114
Compartir en Google Bookmarks Compartir en Meneame enviar a reddit compartir en Tuenti

Comenta esta noticia



Normas de uso
  • Albéitar Portal Veterinaria es una web técnica para intercambio de información entre veterinarios de animales de producción y profesionales afines; por este motivo no se publicarán comentarios de productores.
  • Las opiniones vertidas en los foros de discusión son las de los internautas, en ningún caso de Albéitar Portal Veterinaria. No están permitidos los comentarios injuriantes o contrarios a la ley, que serán rechazados; también nos reservamos el derecho a eliminar comentarios fuera de tema.
  • La dirección de email solicitada no será publicada y en ningún caso será utilizada con fines comerciales.

Portada | Hemeroteca | Búsquedas | [ RSS - XML ] | Política de cookies
Edita: Grupo Asís Biomedia, S.L. Centro Empresarial El Trovador, planta 8, oficina I, Plaza Antonio Beltrán Martínez, 1, 50002 Zaragoza (España) Contacto